The catabolic ${\alpha}$-acetolactate synthase was purified to homogeneity from Serratia marcescens ATCC 25419 using ammonium sulfate fractionation, DEAE-Sepharose, Phenyl-Sepharose, and Hydroxylapatite column chromatography. The native molecular weight of the enzyme was approximately 150 kDa and composed of two identical subunits with molecular weights of 64 kDa each. The N-terminal amino acid sequence of the enzyme was determined to be Ala-Gln-Glu-Lys-Thr-Gly-Asn-Asp-Trp-Gln-His-Gly-Ala-Asp-Leu-Val-Val-Lys-Asn-Leu. It was not inhibited by the branched chain amino acids and sulfometuron methyl herbicide. The optimum pH of the enzyme was around pH 5.5 and the pI value was 6.1. The catabolic ${\alpha}$-acetolactate synthase showed weak immunological relationships with recombinant tobacco ALS, barley ALS, and the valine-sensitive ALS isozyme from Serratia marcescens.
The catabolic threonine dehydratase from Serratia marcescens ATCC 25419 was purified to homogeniety using Sephadex G-200 gel filtration and AMP-Sepharose 4B affinity chromatography. The molecular weight of the native enzyme was 120,000 by native pore gradient PAGE. The enzyme was composed of four identical subunits with subunit molecular weights of 30,000 by SDS-PAGE. The Km values of the enzyme for L-threonine with and without AMP were 7.3 and 92 mM, respectively. There were 2 moles of pyridoxal phosphate and 16 moles of free -SH groups per 1 mole of enzyme. The enzyme was inhibited by $\alpha$-ketobutyrate, pyruvate, glyoxylate, and phosphoenol pyruvate(PEP) in the presence of AMP, yet stimulated by cAMP and ADP. For enzyme properties in comparison with S. marcescens, E. coli, and S. typhimurium enzyme, such as the PLP content, number of free sulfhydryl groups, and existence of ADP binding site, the S. marcescens enzyme was more similar to the S. typhimurium enzyme than the E. coli enzyme. Of the three enteric bacteria, the E. coli and S. typhimurium enzyme was increased the activity by ADP and cAMP, respectively, but only the S. marcescens enzyme was increased the activity by both ADP and cAMP. Therefore, the subtle differences in the properties between enzymes from the three enteric bacteria may represent minor structural differences among these enzymes and warrants further study.
The present study was designed to investigate isoenzyme (ACPase, ALPase) pattern and its refulatory function between catabolically repressed and derepressed states in yeast, Saccharomyces uvarum. As the results, no other isoenzyme was detectable in acid phosphatase, but there were three isoenzyme types in aldaline phosphatase. Type "B" isoenzyme among alkaline phosphatases in catabolically repressed cell was derepressed, but in normally cultivated cell, type "C" isoenzyme was derepressed while type "B" activity was lowered. Type "B" isoenzyme could be postulated as repressible enzyme, type "A" as constityityve enzyme and type "C" as L-histidinol phosphatase, respectively, Also, it could be shown that type "B" ALPase, repressible enzyme, compensated for phosphate group supplier under catabolically repressed states. Protein profile in cytoplasmic soluble fraction of exponential phase cell was characterized by negative charged protein.
The catabolic ${\alpha}-acetolactate$ synthase purified from Serratia marcescens ATCC 25419 was rapidly inactivated by the tryptophane-specific reagent, N -bromosuccinimide, and the arginine-specific reagent, phenylglyoxal. The enzyme was inactivated slowly by the cysteine-specific reagent N-ethylmaleimide. The second-order rate constants for the inactivation by N-bromosuccinimide, phenylglyoxal. and N -ethylmaleimide were $114,749M^{-1}min^{-1}$, $304.3M^{-1}min^{-1}$, and $5.1M^{-1}min^{-1}$, respectively. The reaction order with respect to N-bromosuccinimide, phenylglyoxal, and N-ethylmaleimide were 1.5,0.71, and 0.86, respectively. The inactivation of the catabolic aacetolactate synthase by these modifying reagents was protected by pyruvate. These results suggest that essential tryptophane, arginine, and cysteine residues are located at or near the active site of the catabolic ${\alpha}-acetolactate$ synthase.
Kim, Dockyu;Choi, Ki Young;Yoo, Miyoun;Zylstra, Gerben J.;Kim, Eungbin
Journal of Microbiology and Biotechnology
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v.28
no.7
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pp.1037-1051
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2018
The genus Rhodococcus is a phylogenetically and catabolically diverse group that has been isolated from diverse environments, including polar and alpine regions, for its versatile ability to degrade a wide variety of natural and synthetic organic compounds. Their metabolic capacity and diversity result from their diverse catabolic genes, which are believed to be obtained through frequent recombination events mediated by large catabolic plasmids. Many rhodococci have been used commercially for the biodegradation of environmental pollutants and for the biocatalytic production of high-value chemicals from low-value materials. Recent studies of their physiology, metabolism, and genome have broadened our knowledge regarding the diverse biotechnological applications that exploit their catabolic enzymes and pathways.
Escherichia coli can use allantoin as its sole nitrogen source under anaerobic conditions. The ureidoglycolate produced by double release of ammonia from allantoin can flow into either the glyoxylate shunt or further catabolic transcarbamoylation. Although the former pathway is well studied, the genes of the latter (catabolic) pathway are not known. In the catabolic pathway, ureidoglycolate is finally converted to carbamoyl phosphate (CP) and oxamate, and then CP is dephosphorylated to carbamate by a catabolic carbamate kinase (CK), whereby ATP is formed. We identified the ybcF gene in a gene cluster containing fdrA-ylbE-ylbF-ybcF that is located downstream of the allDCE-operon. Reverse transcription PCR of total mRNA confirmed that the genes fdrA, ylbE, ylbF, and ybcF are co-transcribed. Deletion of ybcF caused only a slight increase in metabolic flow into the glyoxylate pathway, probably because CP was used to de novo synthesize pyrimidine and arginine. The activity of the catabolic CK was analyzed using purified YbcF protein. The Vmax is 1.82 U/mg YbcF for CP and 1.94 U/mg YbcF for ADP, and the KM value is 0.47 mM for CP and 0.43 mM for ADP. With these results, it was experimentally revealed that the ybcF gene of E. coli encodes catabolic CK, which completes anaerobic allantoin degradation through substrate-level phosphorylation. Therefore, we suggest renaming the ybcF gene as allK.
The loss of green coloration via chlorophyll (Chl) degradation typically occurs during leaf senescence. To date, many Chl catabolic enzymes have been identified and shown to interact with light harvesting complex II to form a Chl degradation complex in senescing chloroplasts; this complex might metabolically channel phototoxic Chl catabolic intermediates to prevent oxidative damage to cells. The Chl catabolic enzyme 7-hydroxymethyl Chl a reductase (HCAR) converts 7-hydroxymethyl Chl a (7-HMC a) to Chl a. The rice (Oryza sativa) genome contains a single HCAR homolog (OsHCAR), but its exact role remains unknown. Here, we show that an oshcar knockout mutant exhibits persistent green leaves during both dark-induced and natural senescence, and accumulates 7-HMC a and pheophorbide a (Pheo a) in green leaf blades. Interestingly, both rice and Arabidopsis hcar mutants exhibit severe cell death at the vegetative stage; this cell death largely occurs in a light intensity-dependent manner. In addition, 7-HMC a treatment led to the generation of singlet oxygen ($^1O_2$) in Arabidopsis and rice protoplasts in the light. Under herbicide-induced oxidative stress conditions, leaf necrosis was more severe in hcar plants than in wild type, and HCAR-overexpressing plants were more tolerant to reactive oxygen species than wild type. Therefore, in addition to functioning in the conversion of 7-HMC a to Chl a in senescent leaves, HCAR may play a critical role in protecting plants from high light-induced damage by preventing the accumulation of 7-HMC a and Pheo a in developing and mature leaves at the vegetative stage.
The present study was designed to investigate cellular regulation of phosphate metabolism between catabolically repressed and derepressed states in yeast (Saccharomyces uvarum). The activities of various phospatases and the contents of phosphate compounds were detected according to the culture phase and various phosphate concentrations. As the results, Saccharomyces uvarum derepressed many phosphate metabolizing enzymes such as alkaline phosphatase, acid phosphatase and ATPase more than ten fold simultaneously during catabolic repression (phospgate and sugar starvation). At the same state, the amounts of orthophosphate, nucleotidic labile phosphate and acid soluble polypgosphate were increased, compared to basal levels of normally cultivated cells. $Mg^{++}-stimulated$ type among all phospatases was appeared to have most of the enzyme activity. It could be postulated that $K^+ -stimulated$ alkaline phosphatase was directly or indirectly correlated with the synthesis of acid insoluble polyphosphate $Mg^{++}-stimulated$ phosphatase with the degradation of polyphosphates. In case of cultivation in the medium supplemented with sugar and phosphate (catabolic derepression), phospgatase activities except for alkaline phosphatase were decreased rapidly through the progressive batch culture, After 12 hrs culture, at early exponential phase, the cellular accumulation of acid insoluble polyphosphate increased about 5 fold, compared to those of the starved cells. Under catabolic repression, it could be postulated that intracellular phosphate metabolism was regulated by derepressions of phosphatases. The function of polyphosphate system was shown to compensate the ATP/ADP system as phosphate donor and energy source especially during catabolic repression.
Acetohydroxy acid synthase catalyzes the first common step in the biosynthesis of branched chain amino acids. AHAS plays two distinct metabolic roles, and is designated as anabolic AHAS and catabolic AHAS, depending on its function. Anabolic AHAS is FAD-dependent, while its catabolic counterpart is not. In this work, a conserved motif was identified in the $\beta$-domain of anabolic AHASs, but not in catabolic AHAS ($_{372}RFDDR_{376}$). In order to determine the functions of this motif, we replaced the motif with the corresponding sequence in FAD-independent AHAS, SPVEY. None of these three mutants (SPV, SPVE, and SPVEY) was detected with bound FAD. However, two of these mutants (SPVE and SPVEY) were active at a low level of specific activity. Although they exhibited pyruvate- and ThDP- dependent characteristics, the activity of the two active mutants appears to be FAD-independent. The SPVEY mutant was completely insensitive to the three tested herbicides, even at extremely high concentrations and is also somewhat more thermolabile than the wild type enzyme. The data provided in this work suggest that the RFDDR motif is a possible determinant of the FAD-dependent and herbicide-resistant properties of tobacco AHAS. The SPVEY mutant appears to exhibit catabolic AHAS-like activity.
CdR aminohydrolase activity in varying developmental stages of Drosophila melanogaster was studied in an attempt to correlate with ageing. The results obtained are as follows: 1. The catabolic pathway of CdR in Drosophila melanogaster seemed to be $CdR \\to UdR \\to U$. 2. The enzyme activity was demonstrated in the adults and no activity was observable in both larva and pupa. 3. The enzyme activity of the adult was found to be higher in older flies than in younger ones. 4. The results were of suggestive of a possibility that enzyme activity might be correlated with ageing and/or developmental stages of Drosophila melanogaster.
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