루마진 단백질은 발광 세균인 Photobacterium 종에서 추출된 형광성 단백질이다. 형광성을 지닌 최소 크기의 Photobacterium leiognathi 야생형 아미노-말단 도메인 루마진 단백질(N-terminal domain of lumazine protein 118 wt)과 여러 영역에 tryptophan을 생성시킨 돌연변이 단백질들(N-LumP 118 V41W, S48W, T50W, D64W, A66W)을 코드하는 유전자들을 위치 지정 돌연변이(Site Directed Mutagenesis)와 중합효소 연쇄 반응(Polymerase Chain Reaction)을 통해 제조하였다. 위의 유전자들이 포함된 재조합 플라스미드를 대장균에 형질 전환시켜 과발현시키는 최적의 조건을 찾았으며, 발현된 야생형 및 돌연변이 아미노-말단 영역 루마진 단백질을 6X-His tag system을 이용하여 정제 하였다. 흡광 및 형광 분광광도계를 이용한 실험 결과 이들 단백질들은 리간드인 6,7-dimethyl-8-ribityllumazine과 결합하여 형광성을 보유함을 보였다. 따라서 이들은 형광성을 지니게 되는 최소 크기의 루마진 단백질일 뿐만 아니라 형광성을 지닌 아미노산인 tryptophan이 여러 위치에 유일하게 존재함으로써 배향성 및 거리 등의 단백질의 구조 및 결합에 관한 심도 있는 연구에 탐침자로써 유용하게 활용 될 수 있을 것이다.
In order to find the cellular interaction factors of the Heliothis armigera nuclear polyhedrosis virus capsid protein VP39, a Heliothis armigera cell cDNA library was constructed. Then VP39 was used as bait. The host actin gene was isolated from the cDNA library with the yeast two-hybrid system. This demonstrated that VP39 could interact with its host actin in yeast. In order to corroborate this interaction in vivo, the vp39 gene was fused with the green fluorescent protein gene in plasmid pEGFP39. The fusion protein was expressed in the Hz-AM1 cells under the control of the Autographa californica multiple nucleopolyhedrovirus immediate early gene promoter. The host actin was labeled specifically by the red fluorescence substance, tetramethy rhodamine isothicyanete-phalloidin. Observation under a fluorescence microscopy showed that VP39, which was indicated by green fluorescence, began to appear in the cells 6 h after being transfected with pEGFP39. Red actin cables were also formed in the cytoplasm at the same time. Actin was aggregated in the nucleus 9 h after the transfection. The green and red fluorescence always appeared in the same location of the cells, which demonstrated that VP39 could combine with the host actin. Such a combination would result in the actin skeleton rearrangement.
Three 'stress probe' plasmids were constructed and characterized which utilize a green fluorescent protein (CFP) as a non-invasive reporter to elucidate Escherichia coli cellular stress responses in quiescent or 'resting' cells. Facile detection of cellular stress levels was achieved by fusion of three heat shock stress protein promoter elements, those of the heat shock transcription factor ${\sigma}^{32}$, pretense subunit ClpB, and chaperone DnaK, to the reporter gene $gfp_{uv}$. When perturbed by chemical or physical stress (such as heat shock, nutrient (amino acid) limitation, addition of IPTG, acetic acid, ethanol, phenol, antifoam, and salt (osmotic shock), the E. coli cells produced GFPuv which was easily detected from within the cells as emitted green fluorescence. A temporal and amplitudinal mapping of these responses was performed, demonstrating regions where quantitative delineation of cell stress was afforded.
The efficiency of transgenic livestock production could be improved by early screening of transgene-integration and sexing of embryos at preimplantational stages before trasferring them into recipients. We examined the effciency of multiplex PCR analysis for the simultaneous confirmation of the trasgene and sex during the preimplantational development of bovine embryos and the possibility of green fluorescent protein(GFP) gene as a non-invasive marker for the early screening of transgenic embryos. The GFP gene was microinjected into the male pronuclei of bovine zygotes produced in vitro. The injected zygotes were co-cultured in TCM-199 containing 10% FCS with boving oviductal epithelial cells in a 5% CO2 incubator. Seventeen(13.0%) out of 136 gene-injected bovine zygotes developed by multiplex PCR analysis and the expression of GFP was detected by observing green fluorescence in embryos under a fluorescent microscope. Eight(67%) of 12 embryos at 2-cell to blastocyst stage were positive in the PCR analysis, but only two(11.8%) of 17 blastocysts expressed the GFP gene. Their sex was determined as 7 female and 5 male embryos by the PCR analysis. The results indicate that the screening of GFP gene and sex in bovine embryos by PCR analysis and fluorescence detection could be a promisible method for the preselection of transgenic embryos.
Background: Fluorescent antibody virus neutralization (FAVN) test is a standard assay for quantifying rabies virus-neutralizing antibody (VNA) in serum. However, a safer rabies virus (RABV) should be used in the FAVN assay. There is a need for a new method that is economical and time-saving by eliminating the immunostaining step. Objectives: We aimed to improve the traditional FAVN method by rescuing and characterizing a new recombinant RABV expressing green fluorescent protein (GFP). Methods: A new recombinant RABV expressing GFP designated as ERAGS-GFP was rescued using a reverse genetic system. Immuno-fluorescence assay, peroxidase-linked assay, electron microscopy and reverse transcription polymerase chain reaction were performed to confirm the recombinant ERAGS-GFP virus as a RABV expressing the GFP gene. The safety of ERAGS-GFP was evaluated in 4-week-old mice. The rabies VNA titers were measured and compared with conventional FAVN and FAVN-GFP tests using VERO cells. Results: The virus propagated in VERO cells was confirmed as RABV expressing GFP. The ERAGS-GFP showed the highest titer (108.0 TCID50/mL) in VERO cells at 5 days post-inoculation, and GFP expression persisted until passage 30. The body weight of 4-week-old mice inoculated intracranially with ERAGS-GFP continued to increase and the survival rate was 100%. In 62 dog sera, the FAVN-GFP result was significantly correlated with that of conventional FAVN (r = 0.95). Conclusions: We constructed ERAGS-GFP, which could replace the challenge virus standard-11 strain used in FAVN test.
원하는 유전자를 배큘로바이러스의 감염에 의하여 초파리 Drosophila melanogaster S2 세포에 도입하는 배큘로바이러스/S2 세포 발현 시스템은 강력하고 안전한 배큘로바이러스의 장점과 세포가 파괴되지 않는 S2 세포의 장점을 접목한 시스템이다. 본 연구에서는 외래 목적 단백질로 발현 모니터링이 손쉬운 녹색형광단백질(green fluorescent protein)을 발현시키는 재조합 배큘로바이러스를 이용하여 S2 세포에의 감염조건들에 대한 영향 연구를 수행하였다. 재조합 배큘로바이러스의 S2 세포에의 감염조건으로는 multiplicity of infection(MOI), 초기 세포 수, 배큘로바이러스 용액이 세포를 적시는 최소 부피, 배큘로바이러스를 첨가한 후 제거하기까지의 배양시간 그리고 배큘로바이러스 제거 후 S2 세포를 혈청이 존재하는 배지에서 키우는 배양시간을 선정하였다. MOI는 일반적으로 크게 하는 것이 높은 발현 수율을 위하여 좋은 결과를 보였으나 세포배양이 길어지는 경우 세포독성의 문제가 심각해 질 수 있고 실제적인 배양에서는 높은 MOI를 유지하는 것이 불가능하므로 사용하는 100 mm 배양접시에서 배큘로바이러스와 S2 세포가 접촉하는 동안의 변수들인 MOI를 적정의 값인 30으로, 배큘로바이러스 배양 시간을 1.5 시간으로 고정함으로써 배큘로바이러스가 숙주 세포인 S2에 대해 미치는 세포독성을 낮출 수 있었다. 또한, 배큘로바이러스 최소 부피는 배양접시에서 사용부피의 2.4%에서 가장 좋은 결과를 보였으며 배큘로바이러스 용액을 10배 농축시킴으로써 이 부피를 맞추기 위해 첨가시키는 새로운 배지의 비율을 높임으로써 결과적으로 배큘로바이러스에 의한 세포독성을 줄일 수 있었다. 이를 통하여 세포 파쇄 및 배양접시 표면에서 탈착되는 것을 막고 높은 생장 상태를 유지해서 감염 효율도 높일 수 있었다. 배큘로바이러스의 감염이 끝난 후의 관여하는 변수들인 감염 후 배양시간은 24시간에서 최대의 녹색형광단백질의 발현을 나타내었다.
단백질 인산화를 통한 세포내 신호전달기구 중 serine/threonine kinase에 속하는 Akt/PKB는 세포 생존과 사멸, 당대사 등을 조절하는 것으로 알려져 있다. 이러한 이유로, Akt/PKB 단백질은 천연물질들로부터 항암제를 탐색하기 위한 한 가지 target으로 사용되어 왔다. 본 연구에서는 Akt/PKB 단백질을 대량으로 생산하기 위하여 대장균의 단백질 발현 시스템을 이용하여 human Akt/PKB 단백질을 발현시켰다. 대장균에서 대량 발현된 Akt는 일반적인 조건에서는 inclusion body를 형성하였다. 배양온도 $27^{\circ}C$에서 0.01-0.09 mM IPTG로 발현 유도 시 발현된 human Akt/PKB 단백질 상당 부분이 가용화 되었다. 발현된 Akt kinase를 $Ni^{2+}$-NTA agarose column으로 정제하고, anti-Akt antibody를 이용하여 정제된 단백질이 Akt kinase 임을 확인하였다. 정제된 human Akt/PKB 단백질은 세포추출물에 존재하는 인산화 단백질을 이용하여 in vitro에서 인산화 되었으며, 인산화된 활성형 human Akt/PKB protein kinase는 human Akt/PKB protein kinase 특이 형광 peptide를 특이적으로 인산화하였다.
Deo Vipin Kumar;Kato Tatsuya;Asari Naoko;Park Enoch Y.
Biotechnology and Bioprocess Engineering:BBE
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제10권3호
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pp.275-279
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2005
Insect cell transformants, stably expressing human $GFP_{uv}-{\beta}1$, 3-N-acetylglucosaminyltransferase 2 $({\beta}3GnT2)$ as the green fluorescent protein $(GFP_{uv})-fused$ protein, were efficiently isolated on Western blot by the quantification of the densitometric intensity of the fusion protein. From almost 150 transformants containing the fusion gene linked to three different types of signal sequence, two transformants, Tn-pXme4a and -pX28a, were successfully selected, showing 8.3 and 8.6 mU/mL ${\beta}3GnT$ activity, respectively. This method requires a screening time almost one-half that required in the isolation of stably transformed cells with high expression levels, and at the same time allows the handling a large number of transformants.
재조합 베큘로바이러스는 polyhedron promoter, vesicular stomatitis virus G (VSVG), polyA, cytomegalovirus (CMV) promoter, enhanced green fluorescent protein (EGFP), protein transduction domain (PTD) 유전자로 구성된다. 본 재조합 베큘로바이러스 벡터는 세포주와 조직에 감염시켰고 그 결과 다른 벡터 시스템에 비교하여 재조합된 유전자의 전이와 유전자 발현에 있어서 새로운 가능성이 발견되었다. 본 재조합 베큘로바이러스 시스템의 유전자의 전이와 발현의 효율은 타 벡터시스템 보다 우수하였다.
베큘로바이러스 벡터가 uroplakin II promoter, polyhedron promoter, vesicular stomatitis virus G (VSVG), enhanced green fluorescent protein (EGFP), protein transduction domain (PTD) 등의 유전자로 재조합 되었다. 이렇게 재조합된 베큘로바이러스 벡터들은 여러가지 세포주에 감염을 시켰다. 우리는 이 재조합 벡터와 다른 대조 벡터를 비교하여 유전자 전달과 유전자 발현을 비교하였다. 그 결과 이 재조합 베큘로바이러스 벡터는 대조 벡터에 비하여 유전자 전달과 유전자 발현의 효율이 우수한 것으로 나타났다.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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