쌀 전분을 원료로 효모를 직접 이용하여 항산화제 glutathione(GSH)이 풍부한 알코올 음료를 제조할 목적으로 GSH 함량과 당화능을 증진시키기 위하여 Saccharomyces cerevisiae의 ${\gamma}$-glutamylcysteine synthetase 유전자(GSH1), Debaryomyces occidentalis의 glucoamylase 유전자(GAM1), 그리고 ${\alpha}$-amylase 유전자(AMY)를 청주 효모 S. cerevisiae에서 공동 발현시켰다. 재조합 청주 효모의 세포외 GSH 함량은 원균주에 비해 1.5배 증가하였다. 2% (w/v) 쌀 전분이 함유된 배지에서 배양하였을 때 GAM1과 AMY 유전자 모두 발현하는 효모 균주의 glucoamylase에 의한 당화능은 GAM1유전자만 발현하는 균주와 비교하여 2배 증가하였다. 이 새로운 균주는 쌀 전분이 20%(w/v) 함유된 배지에서 7일간 발효를 통해 에탄올 11% (v/v)를 생산하였고, 전분 함유량의 90% 이상을 소비하였다.
To lower the cost of ethanol distillation of fermentation broths, a high initial glucose concentration is desired. However, an increase in the substrate concentration typically reduces the ethanol yield because of insufficient mass and heat transfer. In addition, different operating temperatures are required to optimize the enzymatic hydrolysis (50$^{\circ}C$) and fermentation (30$^{\circ}C$). Thus, to overcome these incompatible temperatures, saccharification followed by fermentation (SFF) was employed with relatively high solid concentrations (10% to 20%) using a portion loading method. In this study, glucose and ethanol were produced from Solka Floc, which was first digested by enzymes at 50$^{\circ}C$ for 48 h, followed by fermentation. In this process, commercial enzymes were used in combination with a recombinant strain of Zymomonas mobilis (39679:pZB4L). The effects of the substrate concentration (10% to 20%, w/v) and reactor configuration were also investigated. In the first step, the enzyme reaction was achieved using 20 FPU/g cellulose at 50$^{\circ}C$ for 96 h. The fermentation was then performed at 30$^{\circ}C$ for 96 h. The enzymatic digestibility was 50.7%, 38.4%, and 29.4% after 96 h with a baffled Rushton impeller and initial solid concentration of 10%, 15%, and 20% (w/v), respectively, which was significantly higher than that obtained with a baffled marine impeller. The highest ethanol yield of 83.6%, 73.4%, and 21.8%, based on the theoretical amount of glucose, was obtained with a substrate concentration of 10%, 15%, and 20%, respectively, which also corresponded to 80.5%, 68.6%, and 19.1%, based on the theoretical amount of the cell biomass and soluble glucose present after 48 h of SFF.
유전자의 재조합 균주의 생산성을 향상시키기 위한 발효시스템 개발을 목적으로 regulated promoter 인 SUC2 gene 갖는 유전자 재조합 S. cerebisiae를 모델로하여 유전자 산물인 Invertase 발현에 미치는 글루코오스 농도의 영향, 발효 중 플라스미드의 불안정성, 생육특성 및 continuous fed batch system을 연구하였다. 유전자 재조합 균주는 biphasic growth 현상을 보였으며 글루코오스 농도가 0.9g/$\ell$에서 2.2g/L로 증가함에 따라 비증식 속도는 0.224 h$^{-1}$에서 0.226 h$^{-1}$로 증가했으며 숙주효모보다 낮은 값을 나타내었다. 유전자 재조합 균주의 invertase 생산은 발효조내의 글루코오스 농도에 크게 영향을 받아 글루코오스 농도가 0.25~0.4g/L로 감소될 때 invertase 생산이 시작되었으며 회분발효중 플라스미드의 분리는 글루코오스 자화기간 동안에 빈번히 일어났으나 에탄을 자화기간에는 완만해지는 경향을 보였다. 또한 통기를 해주지 않고 배지의 용존산소만으로 배양시킨 결과 통기를 한 경우에 비하여 invertase의 비활성과 총활성이 각각 1.5 및 1.3 배 증가되었다. 균체의 증식단계와 유전자의 발현단계로 구분하여 발효시키기 위하여 영양분을 함유한 글루코오스 용액을 48m1/h(0.096g 글루코오스/48L의 유량으로 12시간 연속적으로 공급하여 fed batch 배양한 결과 invertase의 비활성과 총활성이 비통기적 회분배양 보다 각각 1.74, 2.74배 증가되었다.
A model equation to describe the plasmid instability in recombinant Escherichia coli fermentation is proposed. The equation allows one to estimate easily the two model parameters; (1) the difference in the specific growth rates between plasmid-free cells and plasmid-harboring cells ($\delta$), and (2) the probability of plasmid loss by plasmid-harboring cells ($\rho$). The estimated values of $\delta and \rho$ were in the range of 0.02-0.07 and $10^{-3}-10^{-5}$, respectively, and were strongly dependent on the dilution rate. As another parameter, the ratio of specific growth rates of plasmid-free cells and plasmid-harboring cells ($\alha$) was calculated and the result showed the highest value of 1.28 at the lowest dilution rate of 0.075 $hr^{-l}$, examined in this work. By the sensitivity analyses on the estimates of $\delta and \rho$, it was found that the growth rate difference ($\delta$) affected the plasmid instability more seriously than the probability of plasmid loss ($\rho$). Furthermore, the profound instability of plasmid at low dilution rate could be explained by the high values of $\alpha and \rho$.
Effects of IPTG induction on cell growth and production of ${\beta}$-galactosidase-preS2 fusion protein (${\beta}$gal-preS2) were studied in a defined medium using a recombinant Escherichia coli JM109/pCMHB30. IPTG was added (0.2 mM) to induce the cloned-gene expression in the early-, mid-, and late-log growth phases. The most serious decreases in growth rate and plasmid stability were observed for the induction in the early-log growth phase. The expression level of ${\beta}$gal-preS2 attained by the induction in the mid-log phase was about 0.51 mg fusion protein/mg total cellular protein, which was 2- and 5-fold improvement over the levels obtained with the inductions in the early- and late-log phases. Formation of acidic byproducts including acetate and pyruvate showed different profiles during the fermentation period for each cases of induction; pyruvate was the major byproduct for the induction in the early-log phase while acetate production became more significant for the cases of inductions in the mid- and late-log phases.
The expression of Bacillus subtilis $\alpha$-amylase from the phoA-amyE fusion gene in recombinant E. coli was investigated under various environmental conditions. The overexpression of cloned $\alpha$-amylase caused retardations in cell growth and synthesis of alkaline phosphatase (AP) from the chromosomal phoA gene. The change of culture temperature from $37^\circ{C}$ to $30^\circ{C}$ increased the specific activities of both $\alpha$-amylase and $\beta$-lactamase by six and two times, respectively, whereas the AP activity remained unchanged. The experiments with chlorampenicol (a translation inhibitor) suggested the enhancement of $\alpha$-amylase activity at $30^\circ{C}$, and this was partly due to the stability of $\alpha$-amylase itself. The further decrease of the temperature to $25^\circ{C}$ slowed down both the cell growth and cloned-gene expression rate. The $\alpha$-amylase activity showed a maximum at pH of 7.4 while alkaline phosphatase was most effectively produced at pH of 8.3.
A novel simultaneous saccharification and fermentation (SSF) process from the microcrystalline cellulose to ethanol was developed by using $\delta$-integrated recombinant cellulolytic Saccharomyces cerevisiae L2612$L2612\deltaGC$, which can utilize cellulose as carbon and energy sources. The optimum amount of enzymes needed for the efficient conversion of cellulose to ethanol at $30^{\circ}C$ was determined with commercial cellulolytic enzymes. By fed-batch cultivation, the heterologous cellulolytic enzymes were accumulated up to 42.67% of the total cellulase and 29% of the $\beta$-glucosidase needed for the efficient SSF process. When this $\delta$-integrated recombinant yeast was applied to the successive SSF step for ethanol production, 20.35 g/l of ethanol was produced after 12 h from 50 g/l of microcrystalline cellulose. By using this novel SSF process, a considerable amount of commercial enzymes was reduced.
An efficient fermentation strategy for the high level production of ultra-high-molecular weight poly(3-hdyroxybutyrate) (PHB) was developed. Although the cell and PHA concentrations obtained by flask cultures at different initial pH (6.0 or 6.9) were almost same level, the molecular mass of PHB produced were quite different along with the initial pH. When a recombinant Escherichia coli XL1-Blue harboring pJC2 containing the Alcaligenes latus PHB biosynthesis genes was cultivated in flask culture (pH 6.0), the PHB having a very high molecular weight of 22 MDa could be produced while only below 1 MDa at initial pH 6.9. The ultra-high-molecular weight PHB could be synthesized to high concentration of 89.8 g/L resulting in the PHB productivity of 2.07 g/L-h by simple fed-batch culture. In this study, we report that PHB having various molecular mass can be produced by employing metabolically engineered E. coli strains harboring the plasmids of different copy numbers containing the A. latus phbCAB genes.
본 연구에서는 재조합 E. coli 시스템에 의한 재조합 cystein proteinase의 대량 생산을 위하여 4L 회분 배양 및 최적 지수 생장기에서의 IPTG- induction을 연속적으로 실시하였다. 발현된 rPwCP1 양은 진탕 배양 시스템에서의 결과와 비교해 볼때 현저하게 향상되었음을 알 수 있었으며, 더불어 metal affinity chromatography 방법으로 처리하여 전기영동을 수행한 결과, 목적 재조합 단백질만을 정제 및 농축시킬 수 있음이 확인되었다.
Human lipocortin-I was expressed as a secretory product by Saccharomyces cerevisiae harboring an expression system consisting of GAL10 promoter, inulinase signal sequence and lipocortin-I terminator. Fed-batch fermentation was carried out to overproduce recombinant human lipocortin-I. The culture medium was desalted and concentrated by ultrafiltration, and then subjected to hydroxyapatite column chromatography. The lipocortin-I was purified to >98% purity by single-step hydroxyapatite column chromato-graphy. However, it was found that the purified lipocortin-I was a proteolytically-cleaved form which was cleaved immediately after the basic amino acid Lys26.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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