• 한국수산과학회지
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• 제31권1호
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• pp.8-16
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• 1998

1995년 11월부터 1996년 10월까지 경남 삼천포 인근해역에서 채집된 불볼락의 성숙 및 생식주기를 주로 조직학적 방범에 의해 연구하였다. 난소내부는 난소외막으로부터 시작된 여러겹의 난소박판으로 구성되며 이곳에서 난원세포가 유래한다 난모세포는 성장하면서 난소박판 내부에서 부터 난소강쪽으로 돌출되어 난병에 의해 난소박판에 연결된다. 정소의 내부조직상은 다수의 정세관으로 구성된다. 각각의 정세관은 여러개의 소낭구조를 가지는데 각 소낭내의 생식세포들은 같은 단계의 발달상태를 보인다. 생물학적 최소형은 암컷은 전장 19.5cm, 수컷은 전장 21.5cm이다. 암컷의 생식소중량지수는 3월에 9.56으로 연중 최고치를 나타냈으며, 8월에는 0.15로 최저치를 나타냈다. 수컷의 생식소중량지수는 2월에 0.25로 최고치를 나타냈으며, 7월에는 0.04로 연중 최저치를 나타냈다. 생식주기는 암컷은 성장기 ($10\~11$월), 성숙기 ($12\~2$월), 임신기 (3월), 출산 및 회복기 ($4\~6$월) 그리고 휴지기 ($7\~9$월)로 나눌 수 있다. 수컷의 생식주기는 성장기 ($9\~11$월), 성숙기 ($12\~1$월), 완숙 및 교미기 ($2\~3$월) 그리고 퇴화 및 휴지기 ($4\~8$월)로 나눌 수 있다.

• 한국양식학회지
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• 제11권4호
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• pp.529-546
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• 1998

부화직후 1.9 mm였던 자어는 부화후 47일경 19 mm전후로 성장하며 초기성장기 자어류들의 전장과 체중과의 관계는 $BW=4.45{\times}10^{-6}TL^{3.4718}$, r=0.9820이었다. 해상가두리의 사육개체는 최대어 전장 28.4 cm까지 성장한 개체를 사용하였고 이들 개체의 전장과 체중과의 관계는 $BW=2.36{\times}10^{-2}TL^{2.9180}$, r=0.9971이었다. 미분화된 참돔의 생식소부위는 생식소와 지방체로 구성되어 있으며 분화가 진행되어 생식소가 비후됨에 따라 지방체는 점점 수축되어 갔다. 부화후 6개월의 미분화기까지 발달한 생식소부위는 생식소와 곤봉상의 지방체로 구성되었다. 이들 생식소는 미세한 반투명산으로 생식원세포를 구별할 수 없는 미발달생태를 유지하고 있다. 부화후 7개월부터 생식소 상피조직의 발달로 생식상피를 식별할 수 있었고, 부화후 8개월 생식소는 난원세포의 발달로 성분화가 시작되었다. 이후 9개월 생식소 내강상피 전체에 초기 난모세포들이 발달하고 이들 난모세포들의 증가로 생식소내강은 난소강을 이룬다. 부화후 13개월 난모세포는 생식소전체를 채우게 되고 곧 난모세포들의 세포질 붕괴가 시작된다. 15개월부터는 난소강을 중심으로 새로운 초기 난모세포들이 발달하여 난소조직으로 된다. 그리고 공포상조식은 정원세포들이 분열.증식하여 정소조직을 이루게 된다. 이후 이들은 생식소자웅동체기를 지나 암.수로 성이 결정된다. 따라서 참돔은 유시자웅동체 juvenile hermaphrodite 이고 미분화자웅이제 경골어류 undifferentiated gonochoristic teleost이었다. 생식소 자웅분화상은 미분화기, 유사난원세포기, 유사난소기, 난소발달기, 정소형자웅동체기, 난소형자웅동체기 및 정소발달기로 구분되었다. 미분화기 생식소는 부화후부터 13개월, 전장 18cm까지 지속되었으며, 유사난원세포기는 부화후 7~13개월, 전장 11~18cm까지 지속되었다. 유사난소기는 부화 10~14개월, 전장 14~26cm까지이며, 난소발달기는 부화후 14개월, 전장 20cm부터 시작되었다. 부화후 20개월에는 전 조사개체의 44%가 난소였다. 난소형자웅동체기는 부화후 15개월, 전장 19~20cm부터 출현하며, 부화후 20개월, 전장 28~29cm에서는 관찰되지 않았다. 정소형자웅동체는 부화후 15개월, 전장 21~22cm에서 첫 출현한 후 20개월까지 지속되었다. 정소발달기는 부화후 15개월, 전장 21~22cm에서 첫 출현한 후 20개월의 39%, 전장 28~29cm의 33%를 차지하였다. 50%이상의 성분화발현은 부화후 11개월, 전장 16cm부터였다. 성결정은 암컷이 부화후 14개월, 전장은 20mc, 수컷이 부화후 15개월, 전장 20cm에 시작되었다. 50%이상의 성결정은 부화후 17개월, 전장 23cm에 일어났다

• 한국수정란이식학회지
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• 제21권3호
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• pp.169-175
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• 2006

본 연구에서 돼지 난포란에서 채취된 난모세포들을 체외 성숙 후 세포 손상이 없이 성숙 난모세포의 발생능을 알아낼 수 있는 마커로 극체의 방출이 효과적으로 활용될 수 있는지를 알아보았다. 난모세포를 48시간 성숙 배양 후 극체의 방출 유무를 검사하고, 핵염색하여 염색체의 형태를 검사하였다. 확인된 난모세포들을 $16{\sim}18$시간 추가 배양한 후 7% ethanol로 활성화시키고 $5{\mu}g/ml$ cytochalasin B에 5시간 노출 후 NCSU23 배양액으로 7일간 배양하였다. 극체 방출율은 반복에 따라 $9.9{\sim}52.4%$, 퇴행율은 $21.4{\sim}61.8%$로 변이가 크게 나타났다(p<0.01). 극체를 방출한 난모세포의 핵상은 모두 극체와 19개의 염색체를 가진 제 2 감수분열 중기 핵상을 보여주었으며, 극체를 방출하지 못한 난모세포의 핵상은 핵이 팽화된 상태인 핵형이 39.1%, PCC 형태의 핵상이 19.6%, MI 형태의 핵상이 10.9%, MII이지만 극체가 관찰되지 않거나 매우 작은 상태인 경우가 13%, 핵이 응축된 형태인 경우가 6.5%, 핵이 없는 경우가 8.7%로 나타났다. 퇴행란으로 판단한 난모세포들은 핵염색을 한 결과 역시 세포질 상태가 정상적이지 못한 염색 상태를 보여주었다. 극체 방출 유무를 확인하지 않고 활성화 처리 후 배양하였을 때 분할율은 45.0%, 배반포기까지 발달율은 11.3%였으나, 극체 방출란만을 모아서 활성화처리를 하였을 때 분할율은 94.2%, 배반포기까지 발달율은 42.5%로 급격하게 향상되었다. 이상의 결과로 퇴행란과 극체 미방출란을 제거하고 실험에 활용한다면 배양 효과를 확인하거나 배아 생명 공학에 활용할 때 좀더 유리 할 것으로 사료된다.

• Clinical and Experimental Reproductive Medicine
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• 제26권3호
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• pp.407-417
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• 1999

Objective: Mammalian follicle cells are the most important somatic cells which help oocytes grow, mature and ovulate and thus are believed to provide oocytes with various functional and structural components. In the present study we have examined whether cumulus or granulosa cells might playa role in establishing the plasma membrane structure of mouse oocytes during meiotic maturation. Design: In particular the differential resistances of mouse oocytes against chymotrypsin treatment were examined following culture with or without cumulus or granulosa cells, or in these cell-conditioned media. Results: When mouse denuded oocytes, freed from their surrounding cumulus cells, were cultured in vitro for $17{\sim}18hr$ and then treated with 1% chymotrypsin, half of the oocytes underwent degeneration within 37.5 min ($t_{50}=37.5{\pm}7.5min$) after the treatment. In contrast cumulus-enclosed oocytes showed $t_{50}=207.0$. Similarly, when oocytes were co-cultured with cumulus cells which were not associated with the oocytes but present in the same medium, the $t_{50}$ of co-cultured oocytes was $177.5{\pm}13.1min$. Furthermore, when oocytes were cultured in the cumulus cell-conditioned medium, $t_{50}$ of these oocytes was $190.0{\pm}10.8min$ whereas $t_{50}$ of the oocytes cultured in M16 alone was $25.5{\pm}2.9min$. Granulosa cell-conditioned medium also increased the resistance of oocytes against chymotrypsin treatment such that $t_{50}$ of oocytes cultured in granulosa cell-conditioned medium was $152.5{\pm}19.0min$ while that of oocytes cultured in M16 alone was $70.0{\pm}8.2min$. To see what molecular components of follicle cell-conditioned medium are involved in the above effects, the granulosa cell-conditioned medium was separated into two fractions by using Microcon-10 membrane filter having a 10 kDa cut-off range. When denuded oocytes were cultured in medium containing the retentate, $t_{50}$ of the oocytes was $70.0{\pm}10.5min$. In contrast, $t_{50}$ of the denuded oocytes cultured in medium containing the filtrate was $142.0{\pm}26.5min$. $T_{50}$ of denuded oocytes cultured in medium containing both retentate and filtrate was $188.0{\pm}13.6min$. However, $t_{50}$ of denuded oocytes cultured in M16 alone was $70.0{\pm}11.0min$ and that of oocytes cultured in whole granulosa cell-conditioned medium was $156.0{\pm}27.9min$. When surface membrane proteins of oocytes were electrophoretically analyzed, no difference was found between the protein profiles of oocytes cultured in M16 alone and of those cultured in the filtrate. Conclusions: Based upon these results, it is concluded that mouse follicle cells secrete a factor(s) which enhance the resistance of mouse oocytes against a proteolytic enzyme treatment. The factor appears to be a small molecules having a molecular weight less than 10 kDa.