본 연구는 가축유전자원의 효율적 보존을 위해 정조세포를 줄기세포 형태로 장기보관하면서 필요에 따라 증식, 분화를 통해 가축의 복원에 활용하기 위한 연구의 일부로 진행되었다. 정조세포를 분리하여 배양한 결과 배양온도는 다른 세포들과는 달리 $32^{\circ}C$에 세포분열이 활발하였으며, TCM199에 $10\%$ FCS를 첨가한 배양액과 세르톨리세포 공배양으로 정조세포의 배양을 지지하였다. 40일령이 지나면서 정조세포 콜로니 즉 germline stem cells를 형성하였으며, 일부에서는 외형상 ES-like cells를 형성하거나, 세정관 형태로 정조세포들이 재구성되었다. 40일령까지 배양한 상태에서는 정조세포의 정모세포나 정자세포로 분화하는 징후를 관찰할 수 없었으며, 추후 이들 세포로 분화를 유기하는 실험이 진행되어야 할 것이다.
체세포의 배양 방법은 체세포 핵이식에 의한 형질 전환 돼지 생산에 있어서 중요한 요인 중 하나이다. 본 연구에서는 돼지 태아 섬유 아세포의 효율적인 배양 방법을 수려하였다. 돼지 태아 섬유 아세포는 임신 33일째 태아로부터 제조하였으며, 돼지 태아 섬유아세포의 증식을 혈청과 배지 종류별로 분석하였다. 그 결과, 15% ES screened FBS가 포함된 DMEM 배지에서의 배양은 15% FBS보다 세포수의 증가가 훨씬 더 빠르게 나타났다. 또한, 태아 섬유아 세포는 DMEM/F-12와 다르게 ES midified DMEM과 DMEM 배지에서 $7{\sim}8$번째 계대까지 증식이 유지되었다. 이러한 배양 조건에서 PGK-neo 벡터(pKJ2)를 돼지 태아 섬유아 세포에 도입한 다음 12일간 $300\;{\mu}g/ml$ G418이 포함된 배지에서 선별하여 colony를 얻을 수 있었다. 이러한 결과는 본 연구에 이용된 배양 시스템이 transgenic vector를 도입시킨 돼지 체세포의 screening에 이용될 수 있음을 보여주고 있다.
Microalgae are sensitive indicators of environmental changes, and hence they are widely used in environmental risk assessments and for the development of discharge guidelines. Here we evaluated the toxicity of metals and endocrine-disrupting chemicals (EDCs) to the marine green microalga, Tetraselmis suecica. The toxicants investigated included the metals, Cu, Ni, and Pb; and the EDCs, bisphenol A (BPA), endosulfan (ES), and polychlorinated biphenyl (PCB). The endpoints were variations in cell counts and chlorophyll a levels. T. suecica displayed a varied pattern of sensitivity to the toxicants. Based on the 72-h median effective concentration ($EC_{50}$), ES (0.045 mg/L) was most toxic to T. suecica, followed by PCB (3.96 mg/L) and Pb (9.62 mg/L). Interestingly, T. suecica was relatively tolerant to Cu (43.03 mg/L). The 72-h $EC_{50}$ values of Ni and BPA were approximately 16 mg/L. Our data suggest that this species may be relatively tolerant to most of the chemicals within their permissible limits in the environment.
The demand for the production of gene-defective mice from embryonic stem (ES) cells is increasing to clarify decisive gene function in vivo. Although blastocyst injection is widely used to generate ES cell-mediated knockout mice, coculture method has been alternatively used because of several advantages, such as low cost and simple procedure. Thus, this experiment was designed to demonstrate the feasibility of the coculture method using J1 ES cells, which are known to be efficient for blastocyst injection. Eight-cell embryos were harvested from 2.5 days post-coitum (dpc), denuded with acid tyrode's solution, and transferred onto trypsinized J1 ES cells. Aggregation was carried out following two typical methods, which are simple coculture method and aggregation in groove prepared by aggregation needle. Successfully aggregated-embryos were developed to blastocysts for 24 h and transferred into uterus of pseudo-pregnant foster mother. Chimeric offspring was judged by coat pigmentation. In this study, we could obtain chimeric mice from all the two aggregation methods, but the chimera production efficiencies in coculture using groove were three times higher at least than those in the other group. In conclusion, these observations suggest that coculture method should be available for production of knockout mice from J1 ES cells. Presently, the germ-line transmission rates of the chimeras produced from the two methods are under investigation.
Techniques to evaluate gene expression profiling, such as sufficiently sensitive cDNA microarrays or real-time quantitative PCR, are efficient methods for monitoring human pluripotent stem cell (hESC/iPSC) cultures. However, most of these high-throughput tests have a limited use due to high cost, extended turn-around time, and the involvement of highly specialized technical expertise. Hence, there is an urgency of rapid, cost-effective, robust, yet sensitive method development for routine screening of hESCs/hiPSCs. A critical requirement in hESC/hiPSC cultures is to maintain a uniform undifferentiated state and to determine their differentiation capacity by showing the expression of gene markers representing all three germ layers, including ectoderm, mesoderm, and endoderm. To quantify the modulation of gene expression in hESCs/hiPSC during their propagation, expansion, and differentiation via embryoid body (EB) formation, we developed a simple, rapid, inexpensive, and definitive multimarker, semiquantitative multiplex RT-PCR platform technology. Among the 9 gene primers tested, 5 were pluripotent markers comprising set 1, and 3 lineage-specific markers were combined as set 2, respectively. We found that these 2 sets were not only effective in determining the relative differentiation in hESCs/hiPSCs, but were easily reproducible. In this study, we used the hES/hiPS cell lines to standardize the technique. This multiplex RT-PCR assay is flexible and, by selecting appropriate reporter genes, can be designed for characterization of different hESC/hiPSC lines during routine maintenance and directed differentiation.
Jung, Juwon;Baek, Jin Ah;Seol, Hye Won;Choi, Young Min
한국발생생물학회지:발생과생식
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제20권1호
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pp.63-71
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2016
Human embryonic stem cells (hESCs) have been routinely cultured on mouse embryonic fibroblast feeder layers with a medium containing animal materials. For clinical application of hESCs, animal-derived products from the animal feeder cells, animal substrates such as gelatin or Matrigel and animal serum are strictly to be eliminated in the culture system. In this study, we performed that SNUhES32 and H1 were cultured on human amniotic fluid cells (hAFCs) with KO-SR XenoFree and a humanized substrate. All of hESCs were relatively well propagated on hAFCs feeders with xeno-free conditions and they expressed pluripotent stem cell markers, alkaline phosphatase, SSEA-4, TRA1-60, TRA1-81, Oct-4, and Nanog like hESCs cultured on STO or human foreskin fibroblast feeders. In addition, we observed the expression of nonhuman N-glycolylneuraminic acid (Neu5GC) molecules by flow cytometry, which was xenotransplantation components of contamination in hESCs cultured on animal feeder conditions, was not detected in this xeno-free condition. In conclusion, SNUhES32 and H1 could be maintained on hAFCs for humanized culture conditions, therefore, we suggested that new xeno-free conditions for clinical grade hESCs culture will be useful data in future clinical studies.
This study was to examine in vitro neural cell differentiation pattern of the genetically modified human embryonic stem cells expressing tyrosine hydroxylase (TH). Human embryonic stem (hES, MB03) cell was transfected with cDNAs cording for TH. Successful transfection was confirmed by western immunoblotting. (omitted)
저밀도 리포단백질 수용체 관련 단백질 5(LRP5)는 간과 췌장을 포함하여 많은 조직에서 발현하며 아포리포단백질 E와 결합한다. 이와 같은 LRP5 유전자의 체내 기능을 규명하기 위하여 LRP5 유전자가 결손된 생쥐를 개발하였다. 먼지 LRP5 genomic DNA는 TT2 ES 세포로부터 분리하였으며 LRP5 유전자의 엑손 18에 neo 유전자를 삽입한 vector를 구축하고 TT2 ES 세포에 도입하였다. 178개의 G418 내성을 보인 세포 중 상동유전자 재조합에 의하여 targeting vector가 LRP5 유전자 위치에 삽입된 clone은 3개였다. 키메라 생쥐는 상실배기 수정을 ES 세포와 응집시켜 생산하였으며 생산된 키메라 생쥐는 C57BL/6 생쥐와 교미를 유도하여 heterozygous를 얻었다. 또한 이들 heterozygous간의 교배에 의하여 LRP5 유전자 결손 생쥐를 생산하였다. 이러한 생쥐는 LRP5 유전자의 체내 기능연구에 있어서 모델로 이용될 것으로 생각된다.
본 연구는 체외성숙 직후의 소 미수정란의 활성화 조건을 검토하기 위하여 실시하였다. 체외에서 22~24시간 성숙배양된 소 미수정란을 다양한 활성화 조건으로 처리하였다. 실험 1에서는 성숙직후 난자를 전기자극(1.25kV/cm, 70$\mu$sec$\times$2회), 에탄올(7%, 5분), Ca2+-ionophore(A23187; 10$\mu$M, 5분) 및 cycloheximide(10$\mu\textrm{g}$/ml, 6시간)로 각각 처리하였다. 활성화율은 전기자극, 에탄올 및 A23187 처리시 48.8~54.3%로 비슷하였으나, cycloheximide처리시는 15.9%로 유의적으로(P<0.05) 낮았고, 무처리구인 대조군은 전혀 활성화 되지 않았다. 실험 2에서 체외성숙 미수정란을 전기자극, 에탄올 및 A23187중 2개 또는 3개를 병용처리한 결과, 활성화율은 46.9~63.5%로 나타났다. 실험 3에서는 전기자극, 에탄올 또는 A23187과 cycloheximide를 병용처리한 결과, 대부분의 난자(98.0~100%)가 활성화되었다. 실험 4에서는 실험 3과 같은 조건으로 처리하여 할성화된 난자를 cytochalasin B로 처리하여 2배체배 형성을 유도한 후 체외배양하여 발육율을 검사하였다. 분할율은 79.8~90.4%였으며, 배반포 발육율은 32.1~42.6%로 나타났다. 이러한 결과는 전기자극, 에탄올 또는 A23187과 chcloheximide의 병용처리가 성숙직후 소 미수정란의 활성화에 효과적임을 확증한다.
Pluripotent embryonic stem cells can differentiate into beating cardiomyocytes with proper culture conditions and stimulants via embryo-like aggregates. We describe here the use of mouse embryonic stem (mES03) cells as a reproducible differentiation system for cardiomyocyte. mES03 cells growing in colonies were dissociated and allowed to re-aggregated in suspension [embryoid body (EB) formation〕. To induce cardiomyocytic differentiation, cells were exposed to 0.75% dimethyl sulfoxide (DMSO) during EB formation for 4 days and then another 4 days without DMSO (4+/4-). Thus treated EB was plated onto gelatin-coated dishes for differentiation. Spontaneously contracting colonies which appeared in approximately 4~5 days upon differentiation were mechanically dissected, enzymatically dispersed, plated onto coverslips, and then incubated for another 48~72 hrs. By RT-PCR, robust expression of cardiac myosin heavy chain $\alpha$, cardiac muscle heavy polypeptide 7 $\beta$($\beta$-MHC), cardiac transcription factor GATA4, and skeletal muscle-specific $\alpha$$_1$-subunit of the L-type calcium channel ($\alpha$$_1$CaC $h_{sm}$ ) were detected as early as 8 days after EB formation, but message of cardiac muscle-specific $\alpha$$_1$-subunit of the L-type calcium channel ($\alpha$$_1$CaCh) were reveled at a low level. In contrast, expression of myosin light chain (MLC-2V) and atrial natriuretic factor (ANF) were not detected during EB formation for 8 days. However, a strong expression of the atrial-specific ANF gene was expressed from day 8 onward, which were remained constant in EB. (cardiac specialization and terminal differentiation stage). Electrophysiological examination of spontaneously contracting cells showed ventricle-like action potential 17 days after the EB formation. This study indicates that mES03 cell-derived cardiomyocytes via 4+/4- protocol displayed biochemical and electrophysiological properties of subpopulation of cardiomyocytes.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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