Acetolactate synthase (ALS) is the common enzyme in the biosynthetic pathways leading to leucine, valine, and isoleucine. Tobacco ALS was expressed in E. coli and purified to homogeneity. The recombinant tobacco ALS was inactivated by thiol-specific reagents, N-ethylmaleimide (NEM) and 5,5'-dithio-bis-(2-nitrobenzoic acid) (DTNB). Inactivation of the ALS by NEM followed pseudo-first order kinetics and was first order with respect to the modifier. The substrate pyruvate protected the enzyme against the inactivation by NEM and DTNB. Extrapolation to complete inactivation of the enzyme by DTNB showed modification of approximately 2 out of 4 total cysteinyl residues (or 2 cysteinyl and 1 cysteinyl residues), with approximately 1 residue protected by pyruvate. The tobacco ALS was also inactivated by the tryptophanspecific reagent, N-bromosuccinimide (NBS), and was similarly protected by pyruvate. The kinetics of the inactivation was first-order with respect to NBS. The present data suggest that cysteinyl and tryptophanyl residues play a key role in the catalytic function of the enzyme.
Glycerol-3-phosphate cytidylyltransferase from Bacillus subtilis was modified with various chemical modifiers to determine the active sites of the enzyme. Treatment of the enzyme with group-specific reagents diethylpyrocarbonate, N-bromosuccinimide, or carbodiimide resulted in complete loss of enzyme activity, which shows histidine, tryptophan, and glutamic acid or aspartic acid residues are at or near the active site. In each case, inactivation followed pseudo first-order kinetics. Inclusion of glycerol-3-phosphate and/or CTP prevented the inactivation, indicating the presence of tryptophan and glutamic acid or aspartic acid residues at the substrate binding site. Analysis of kinetics of inactivation showed that the loss of enzyme activity was due to modification of a two histidine residues, single tryptophan residue, and two glutamic acid or aspartic acid residues.
In order to extend our understanding on the multiple inhibition enzyme kinetics, a general equation of an enzyme reaction in the presence of two different reversible inhibitors was derived by what we call "match-box mechanism" under the combined assumption of steady-state and quasi-equilibrium for inhibitor binding. Graphical methods were proposed to analyze the multiple inhibition of an enzyme by any given sets of different inhibitors, i.e., competitive, noncompetitive, and uncompetitive inhibitors. This method not only gives an interaction factor $({\alpha})$ between two inhibitors, but also discerns ${\alpha}_1$ and ${\alpha}_2$ with and without substrate binding, respectively. The factors involved in the dissociation constants of inhibitors can also be evaluated by the present plot. It is also shown that the present kinetic approach can be extended to other forms of activators or hydrogen ions with some modification.
A new assay method for delta-l-dehydrogenated-3-ketoco-rticosteroid in the presence of proteinous material or whole-cell-enzyme and 3-ketocorticosteroid has been developed. This method makes use of the linear relationship between the ratio of absorbances at 265 nm and at 242 nm and the fractional concentration of delta-1-3-ketosteroid. Theoretical values were calculated based on the absorbances of proteinous material at fixed concentrations of the 3-ketosteroid and delta-1-dehydrogenated-3-ketosteroid. The values obtained experimentally showed good agreement with the values obtained experimentally showed good agreement with the values theoretically predicted. The new assay method developed for the steroid mixtiure containing proteinous material is of some practical importance. The use of such assay method enables one to determine the enzyme activity and the rate of enzyme reaction or conversion rather quickly, easily and accurately. By the use of this assay method, the reaction kinetics of whole-cell-enzyme has also been studied. It was found that it followed the simple Michaelis-Menten type enzyme kinetics. Also the reversibility of this reaction with actively metabolizing cell was examined. It was found that delta-l-dehydrogenated-3-ketosteroid could not be hydrogenated reversibly to 3-ketosteroid by this enzyme system.
Bacillus alcalophilus AX2000으로부터 xylanase를 정제한 후 효소의 활성부위를 조사하기 위하여 여러 가지 화학수식제를 사용하여 효소활성의 저해도를 측정하였다. 여러 가지 화학 수식제 중에서 carbodiimide와 N-bromosuccinimide가 효소 활성을 완전히 저해시켜 glutamic acid또는 aspartic acid 잔기와 tryptophan 잔기가 효소의 활성부위에 관여하리라 추측되었다. 각각의 경우에 효소 실활은 수식제의 첨가농도에 따라 pseudo first-order kinetics 양식을 보여주었으며, carbodiimide와 N-bromosuccinimide는 각각 비경쟁적 저해와 경쟁적 저해방식을 나타내었다. 기질첨가에 의한 효소활성 보호실험을 통하여 tryptophan 잔기가 기질결합부위라 판단 되었다. 효소 실활속도의 분석에 의해 효소활성에는 2개의 glutamic acid 또는 aspartic acid 잔기와 1개의 tryptophan 잔기가 관여하는 것으로 나타났다.
Bacillus pumilus TX703으로부터 xylanase를 정제한 후 효소의 활성부위를 조사하기 위하여 여러 가지 화학수식제를 사용하여 효소활성의 저해도를 측정하였다. 여러 가지 화학수식제 중에서 carbodiimide와 N-bromosuccinimide가 효소활성을 완전히 저 해시 켜 glutamic acid 또는 aspartic acid 잔기와 tryptophan 잔기가 효소의 활성부위에 관여하리라 추측되었다. 각각의 경우에 효소 실활은 수식제의 첨가농도에 따라 pseudo first-order kinetics 양식을 보여주었으며, car-bodiimide와 N-bromosuccinimide는 각각 비경쟁적 저해와 경쟁적 저해방식을 나타내었다. 기질첨가에 의한 효소활성 보호실험을 통하여 tryptophan 잔기가 기질결합부위라 판단되었다. 효소실활속도의 분석에 의해 효소활성에는 2개의 glutamic acid 또는 aspartic acid 잔기와 1개의 tryptophan 잔기가 관여하는 것으로 나타났다.
The pH dependence of the kinetic parameters of mutant O-acetylserine sulfhydrylase (OASS) from Salmonella typhimurium LT-2 has been determined in order to obtain information on the chemical mechanism. The initial velocity pattern obtained by varying the concentrations of OAS at several fixed concentrations of TNB, shows an intersection on the left of the ordinate at pH 7.0, indicating that the kinetic mechanism is a sequential mechanism in which substrate inhibition by OAS is observed while the wild type enzyme showed a ping pong mechanism. The values of $V/E_t$, $V/K_{OAS}E_{t}$ and $V/K_{TNB}E_{t}$ decreased by about 68%, 14% and 16% as compared with the wild type enzyme. The $V/K_{OAS}E_{t}$ is a pK of 6.5 on the acid side of the pH profile, and the $V/K_{TNB}$ is pH independent. As compared with the wild type enzyme, the pKs in the V/K profiles are shifted, reflecting that binding of the cofactor in free E:OAS is less asymmetric.
Horseradish peroxidase (HRP) catalyzes the oxidation of aromatic compounds by hydrogen peroxide via insoluble polymer formation, which can be precipitated from the wastewater. For HRP immobilization, poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) fine carrier supports were produced by using the Nano Spray Dryer B-90. Immobilized HRP was used to remove the persistent 2,4-dichlorophenol from model wastewater. Both extracted (9-16 U/g) and purified HRP (11-25 U/g) retained their activity to a high extent after crosslinking to the PLGA particles. The immobilized enzyme activity was substantially higher in both the acidic and the alkaline pH regions compared with the free enzyme. Optimally, 98% of the 2,4-dichlorophenol could be eliminated using immobilized HRP due to catalytic removal and partly to adsorption on the carrier supports. Immobilized enzyme kinetics for 2,4-dichlorophenol elimination was studied for the first time, and it could be concluded that competitive product inhibition took place.
Polyphenol oxidase was purified from acetone powder extract of the root of Ixeris sonchifolia. The enzyme obtained by ammonium sulfate fractionation and sephadex G-200 gelfiltration gave 51-fold purification over the crude extract. The purified enzyme showed activity toward chlorogenic acid, caffeic acid and pyrocatechol. The kinetics of thermal inactivation of the enzyme followed first-order reaction. Potassium cyanide and cysteine were potent inhibitors.
Arginase was purified to homogeneity from Schizosaccharomyces pombe. The purified enzyme is a tetramer with a subunit molecular weight of 42,000. Activity is optimal at pH 10.0 and at $60^{\circ}C$ The enzyme migrated during isoelectric focusing showing a pl=5.4. The enzyme exhibited hyperbolic kinetics at pH 10.0 with an apparent $K_m$ for L-arginine of 18 mM. Arginase activity was strongly inhibited by L-glutamate.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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