To produce the recombinant fibronectin-binding protein(FnBP) for development of subunit vaccine against Staphylococcus aureus. The fnbp gene was amplified from the chromosomal DNA of S aureus KNU 196 strain using the polymerase chain reaction, and cloned into pGEX-4T-2. Then, the recombinant FnBP fused with glutathione-S-transferase was produced in E coli, purified by affinity chromatography, and identified its antigenicity and immunogenicity by Western blot. The recombinant FnBP produced in this study is considered to have the same property of native FnBP purified from S aureus, and is expected to be useful as a candidate for S aureus subunit vaccine.
Adjuvants are immune enhancers that are often used in vaccination to augment the immune response of a vaccine, thereby enhancing the protective immunity against the targeted disease. In the present study, we used the recombinant protein, such as rRbCC1, this protein was produced from rock bream CC chemokine 1. To verify the adjuvant effects of this recombinant protein, the immune responses of rock bream to Streptococcus iniae (S. iniae) FKC vaccination, which alone or in combination with recombinant protein was analyzed and then also performed experimental challenge with live S. iniae. The result of serum agglutination titres was showed relatively low levels however, the efficacy of FKC vaccine still conferred protection against S. iniae. Moreover, the adverse effects result showed that no statistically significant difference was revealed between high concentration injected and non-injected fish groups, generally. The relative percent survival (RPS) of FKC + recombinant vaccination group was significantly higher than that of vaccinated group with FKC alone. After experimental challenge to the rock bream by injection with live bacteria (S. iniae), the FKC + rRbCC1 vaccination group was showed 87.0% RPS, however, the RPS of FKC alone vaccination was 68.2%. The results indicated that the recombinant protein as an adjuvant had a clear synergism to injection vaccine of rock bream.
Cell line development is the most critical and also the most time-consuming step in the production of recombinant therapeutic proteins. In this regard, a variety of vector and cell engineering strategies have been developed for generating high-producing mammalian cells; however, the cell line engineering approach seems to show various results on different recombinant protein producer cells. In order to improve the secretory capacity of a recombinant tissue plasminogen activator (t-PA)-producing Chinese hamster ovary (CHO) cell line, we developed cell line engineering approaches based on the ceramide transfer protein (CERT) and X-box binding protein 1 (XBP1) genes. For this purpose, CERT S132A, a mutant form of CERT that is resistant to phosphorylation, and XBP1s were overexpressed in a recombinant t-PA-producing CHO cell line. Overexpression of CERT S132A increased the specific productivity of t-PA-producing CHO cells up to 35%. In contrast, the heterologous expression of XBP1s did not affect the t-PA expression rate. Our results suggest that CERT-S132A-based secretion engineering could be an effective strategy for enhancing recombinant t-PA production in CHO cells.
Optimizing protein production in recombinant E. coli strains involves manipulation of genetic and environmental factors. In designing a production system, attention must be paid to gene expression efficiency, culture conditions and bioreactor configuration. Although not much emphasis was given to the physiology of host strains in this review, an understanding of the relationship between the physiology of host cell growth and the overproduction of a cloned gene protein is of primary importance to the improvement of the recombinant fermentation processes. Sometimes it is desirable to make use of gene fusion systems, e.g. protein A, polypeptide, gutathione-S-transferase, or pneumococcal murein hydrolase fusion, to facilitate protein purification.
Background: S100A6 is a calcium-binding protein overexpressed in several tumor cell lines including melanoma with high metastatic activity and involved in various cellular processes such as cell division and differentiation. To detect S100A6 protein in patient' samples (ex, blood or tissue), it is essential to produce a monoclonal antibody specific to the protein. Methods: First, cDNA coding for ORF region of human S100A6 gene was amplified and cloned into the expression vector for GST fusion protein. We have produced recombinant S100A6 protein and subsequently, monoclonal antibodies to the protein. The specificity of anti-S100A6 monoclonal antibody was confirmed using recombinant S100A recombinant proteins of other S100A family (GST-S100A1, GST-S100A2 and GST-S100A4) and the cell lysates of several human cell lines. Also, to identify the specific recognition site of the monoclonal antibody, we have performed the immunoblot analysis with serially deleted S100A6 recombinant proteins. Results: GST-S100A6 recombinant protein was induced and purified. And then S100A6 protein excluding GST protein was obtained and monoclonal antibody to the protein was produced. Monoclonal antibody (K02C12-1; patent number, 330311) has no cross-reaction to several other S100 family proteins. It appears that anti-S100A6 monoclonal antibody reacts with the region containing the amino acid sequence from 46 to 61 of S100A6 protein. Conclusion: These data suggest that anti-S100A6 monoclonal antibody produced can be very useful in development of diagnostic system for S100A6 protein.
Recombinant plasmids harboring a heterologous gene coding for the enhanced green fluorescent protein (EGFP) were transfected and expressed in Drosophila melanogaster S2 cells. A stable transformation of polyclonal cell populations expressing EGFP were isolated after 4 weeks of selection with hygromycin B. The recombinant EFGP expressed in transformed S2 cells consisted of a molecular weight of 27 kDa. EGFP expression was also confirmed by fluorometric measurement. The maximum EGFP concentration was about 9.3 mg/I. The present findings demonstrate not only the successful stable expression of EGFP in Drosophuila was about 9.3 mgI. The present findings demonstrate not only the successful stable expression of EGFP in Drosophila S2 cells, but also the use of EGFP as a reporter to analyze gene expression, with its potential of a Drosophila cell expression system for recombinant protein production being an alternative to a baculovirus-insect cell expression system.
Park, Jong-Hwa;Chang, Kyung-Hwa;Lee, Youn-Hyung;Kim, Hae-Yeong;Yang, Jai-Myung;Chung, In-Sik
Journal of Microbiology and Biotechnology
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제12권4호
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pp.563-568
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2002
Stably transformed Drosophila melanogaster 52 cells producing recombinant VP7 were obtained, and recombinant VP7 expression was confirmed by Western blot analysis. The molecular weight of recombinant VP7 expressed in 52 cells was approximately 35.5 kDa, and 75% of the total VP7 produced was present in the medium. Recombinant VP7 contained N-linked glycosylated oligosaccharides. Aprotinin, leupeptin, and polyvinylpyrrolidone did not have any noticeable effect on recombinant VP7 production; however, DMSO and sodium butyrate increased its production by 120% and 60%, respectively.
Kim, Jung-Hwan;Park, Jung-Hyun;Ju, Sung-Kyu;Lee, Myung-Kyu;Kim, Kil Lyong
IMMUNE NETWORK
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제1권3호
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pp.187-195
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2001
The expression of recombinant proteins fused to 26 kDa glutathione S-transferase (GST) extracted from Schistosoma japonicum represents an attractive system for purifiying proteins of interest in a single step using GST-affinity chromatography. In addition, the GST-tag is used conveniently for detecting fused proteins since its high solubility as well as its relatively small size rarely interferes with the biological activity of the fused protein. In this regard, the GST system is frequently applied for tracing fusion proteins in both prokaryotic and eukaryotic cells to elucidate the physiological interactions and functional compartments of proteins. To provide a further tool in analyzing GST-fusion proteins, a new monoclonal antibody, with a high specificity to the S. japonicum GST was produced. Methods: BALB/c mice were immunized both with recombinant S. japonicum GST proteins, and by the fusion of splenocytes from these mice with myeloma cells. From this, a new anti -GST monoclonal antibody, termed SARAH, was generated. The specificity and reactivity of this antibody was confirmed by ELISA and by Western blot analysis. Results: SARAH showed a high reactivity to recombinant GST and GST fusion protein but not with native mammalian GST proteins as derived from other species including humans, cows, rabbits and rats. The applicability of SARAH was further demonstrated by confocal laser scanning microscopy, where GST proteins that were expressed transiently in mouse fibroblast cells, were specifically detected without interference of endogenous GST. Conclusion: SARAH is new monoclonal antibody with a high specificity to recombinant GST proteins but not to endogenous GST in mammalian cells.
형질 전환된 담배 seed에서 담배 식물체를 유도하여 White 액체 배지에서 기관 배양하였다. 암조건, sucrose 2%의 조건에서 좋은 growth pattern을 나타내었고, 계대 배양은 외마디법을 이용하여 2주마다 하였다. 기관 배양에서 hGM-CSF production pattern을 보면, intracellular에서는 큰 변화 없이 약 30 ng/g의 일정한 농도를 나타내었다. Extracellular에서 hGM-CSF 농도는 배양 6일 이후부터 급속하게 증가하기 시작하여 배양 12일째에 약 0.2ng/$m\ell$의 농도를 나타낸다. 기관배양은 다른 식물세포 배양 시스템에 비해 생산되어진 단백질의 안정성이 크다는 장점에 비해 세포 내에서 배지 내로의 단백질 분비가 적다는 단점이 있다. 이를 극복하기 위해 다양한 permeabilizing agents를 투여하여 담배 세포의 permeability를 증가시키고자 하였다. 그 결과, Pluronic F-68과 PEG8000을 첨가한 경우 담배 세포에서 배지 내로의 단백질 분비가 원활해졌음을 확인할 수 있었다.
모델 재조합 단백질인 $\beta$galactosidase를 발현하 는 Vaccinia virus를 생산하기 위하여 숙주 동물세 포의 배양조건을 관찰한 결과 감염비 5일 경우 H HeLa는 감염후 60시간 후, HeLa 83는 감염후 40 시간 후에 회수할 때 최 대 의 ${\beta}$-galactosidase 수율 을 얻을 수 있으며, 세포가 대수증식기 일 때 감염하 고 배양온도는 $37^{\circ}C$ 로 하는 것이 최적 배양조건으로 나타났다. 감염후 혈청의 농도는 단백질 수율에 크 게 영향을 미치지는 않으나 3~5% 에서 가장 높은 단백질 수율을 보였으며, 낮은 이온 농도의 용액으 로 세포층을 세척하는 것과 virus 감염시 온도를 20~∼$30^{\circ}C$ 로 낮추는 것은 Vaccinia-HeLa system에서 감염능 증대 효과를 나타내 였다. Dexamethasone 전처리는 HeLa 83에서 ViruS 복제 증대를 HeLa에 서는 virus 복제 감소를 가져왔다.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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