효모에서 대랑의 물질생산계를 구축하기 위하여 먼저 여러 종류의 베터의 이용이 가능한 다양한 영양요구성 marker를 지니며 형질전환율이 향상된 효모숙주를 선별 개량하였다. 벡터의 제작에 사용되는 프로모터로는, 효모의 여러 유전자 중에서 그 활성이 매우 높은 해당계의 효소 GAP-DH의 구조 유전자 GAP를 이용하기로 하여, 효모염색체 DNA중에서 GAP 프로모터를 분리하여 이용하기 쉽게 변형하였다. 분리된 GAT promoter의 기능을 검토하기 위하여, reporter로 APase의 구조유전자 PHO5'를 이용하여 세포내의 copy수가 상이한 발현 벡터를 제작하여 GAP 프로모터에 의한 APase의 활성 및 전사산물을 측정한 결과, 정상적인 전사가 이루어 졌으며, 효소활성도 높게 나타났으며, 벡터의 copy수에 의한 효소활성의 차이도 감지되었다.
사람의 미토콘드리아에 있는 aldehyde dehydrogenase(ALDH2)는 체내에서 알코올 대사 과정 중에 생성되는 아세트알데히드를 산화시키는 주된 역할을 담당하고 있다. 이 ALDH2가 알코올 대사에 미치는 영향을 연구하기 위하여 가용화된 효소가 필요하다. 알려져 있는 유전자의 염기서열 데이터를 바탕으로 ALDH2의 cDNA는 cDNA 라이브러리에서 선별하였으며, 이를 여러 가지 대장균 발현벡터에 연결하였다. 제조한 발현벡터를 형질전환시킨 대장균을 사용하여 단백질의 발현을 확인한 결과 대부분의 계에서 ALDH가 과발현되고 있었다. 그러나 발현된 단백질의 대부분은 inclusion body로 형성되어, 실제로 가용화된 효소의 양은 전체 발현된 양의 5% 이하 였고 이들 몇 가지 발현 system으로 재조합 미오2DML 발현을 확인하였다.
본 연구는 누에신 단백질의 대량발현을 통해 농업용 소재로서 이용하고자 하는 연구의 일환으로 누에 핵다각체병 바이러스 유래의 pBm10po1-Xa 벡터에 누에신 유전자를 도입하여 누에 배양세포(Bm5) 및 누에 생체에서 발현한 결과 누에신 전사체는 바이러스 접종 후 1일째부터 발현되기 시작하여 5일째에 최대로 발현되었음을 확인할 수 있었고, 누에신 단백질은 3일째부터 발현량이 증가하여 5일째까지 계속 지속적으로 발현되었으나 그 발현량은 전사체에서 처럼 많지 않음을 확인할 수 있었으며, 누에신 단백질의 발현량은 누에 세포에 비해 누에 생체에서 기대만큼 그 발현량이 많지 않았다. 또한 누에신의 베큘로바이러스 발현계 (baculovirus expression vector system, BEVS)를 이용하여 세포내 및 번역후 변형과정을 통하여 세포외로 분비된 누에신의 발현양상을 확인한 결과 세포내에 비해 세포외로 분비시 그 발현량이 현저히 줄어들었음을 확인할 수 있었다. 따라서 베큘로바이러스 발현계를 이용하여 외래 단백질을 생산할 경우 정확한 메카니즘은 밝혀지지 않았으나 강력한 프로모터에 의해 세포내 단백질 생산량은 많은데 비해 정확한 단백질 고차구조 형성을 도와주는 foldase 및 chaperon의 양은 한정되어져 있으므로 정확한 고차구조를 형성하여 세포외로 분비되는 생물학적 활성을 띠는 단백질은 매우 적은 양간이 발현됨을 확인할 수 있었다. 그러므로 추후 누에 신 단백질 대량생산을 위해서는 분비 프로세싱의 해명 및 번역 후 변형과정의 개선을 통한 발현계의 개량이 시급히 요구된다.
AcNPV에 대해 감수성을 보이는 파밤나방 세포주인 Se301 세포주의 AcNPV를 이용한 발현 벡터계에서의 유용성을 알아보기 위하여 Se301세포주에서 AcNPV의 감염 특성을 Sf-21 세포주에서와 비교하였다. 그 결과, 바이러스의 감염상은 두 세포주에서 거의 유사하였으나 감염 7일 후에 세포로부터 방출된 다각체의 비율은 Se301 세포주에서 훨씬 높았다. 또한 전체 다각체 생성율은 Se301 세포주에서 약간 높았지만 그 차이는 매우 근소하여 대체적으로 두 세포주에서 거의 비슷하였으나 생성된 다각체의 크기는 Se301세포주에서 더욱 컸다. 한편, 세포주나 바이러스의 증식율과는 무관하게 AcNPV에 의한 다각체 단백질의 발현량이 Se301 세포주에서 약 2.4배 높게 나타남으로써 Se301 세포주가 AcNPV를 이용한 발현 벡터계에서 숙주 세포로서 매우 유용하게 이용될 수 있음을 보여 주었다.
동물계에서 항바이러스와관련된 dsRNA 의존성 인산화 효소(PKR)의 유전자를 식물체에서 발현시킬 경우 PKR에 의한 단백질합성 및 식물바이러스의 증식조절 가능성에 대한 기초자료를 확보하기 위하여 사람에서 분리된 PKR cDNA를 Agrobacterium 방법에 의하여 연초식물체(Nicotiana tabacum cv. Xanthi-nc)로 형질전환시켰다. HindIII/PstI처리에 의해 얻어지는 약 1.8kb의 phPKR cDNA절편을 일련의 유전자 조작 방법을 통하여 식물발현벡터인 pBI121에 도입하여, p12168을 재조합하였다. 이를 A. tumefaciens LBA 4404에 형질전환시켜 연초식물체형질 전환에 이용하였다. 2mg/l BA와 0.5mg/l NAA가 포함되고 100$\mu\textrm{g}$/ml의 kanamycin이 첨가된 MS배지에서 shooting시킨 후 phytohormone이 첨가되지 않은 MS배지상에서 rooting을 시켜 형질전환 연초식물체를 얻었으며, 형질전환식물체는 정상식물체와 유사한 생육양상을 나타내었다. 형질전환식물체의 유전자도입은 hPKR cDNA의 전사부여는 RT-PCR 방법에 의하여 확인되었다.
항균 펩타이드는 동물과 식물이 가지고 있는 고유의 항균 물질로 적은 양으로도 강한 항균활성을 나타내며 이외에도 항바이러스, 항산화 등 다양한 기능을 가지고 있다. 식물은 물과 햇빛으로 키울 수 있어 적은 비용으로 대량 생산이 가능하다. 식물의 엽록체를 형질전환 시켜 항균 펩타이드를 생산하면 단백질 발현량이 증가하고 꽃가루에 의한 유전자 이동이 일어나지 않기 때문에 생태계가 오염될 가능성이 적다. 그러나 형질전환 된 엽록체를 이용하여 재조합 단백질을 생산하면 단백질이 분해되고 용해도가 감소한다. 이를 해결하기 위해 융합 단백질 종류 중 하나인 SUMO를 발현시킬 재조합 단백질과 융합하여 제작하였다. 항균 펩타이드 stomoxyn은 침파리(stable fly)에 있는 항균물질이다. Stomoxyn은 α-helix 구조이고 양친매성이어서 박테리아 세포막에 부착된 후 세포막을 용해시킨다. 본 연구에서는 stomoxyn을 식물 엽록체와 대장균에서 발현시키기 위한 형질전환 벡터를 제작하였고, 이 벡터를 이용하여 대장균에서 stomoxyn의 발현을 확인하였다. 대장균에서 발현된 stomoxyn을 nickel column과 SUMOase를 처리하여 정제한 후 agar diffusion assay를 이용하여 항균 활성을 확인하였다. 또한 식물 엽록체에서 벡터의 삽입을 확인하기 위해 EGFP 유전자를 사용하여 확인하였다.
난분해계 물질을 분해할 수 있는 균주 개발에 유용한 클로닝백터를 개발하기 위하여, Pseudomonas putida 로부터 유래한 R 플라스미드 pKU10 을 HindIII 로부터 부분소화하여 약 8.5 kb 의 새로운 플라스미드 pKU11 을 조립하고, 여러 숙주세포에서의 안정성 및 catechol 2, 3-dioxygenase 유전자의 클로닝 을 통해 난분해계 유전자클로닝 백터로의 유용성을 조사하였다. pKU11 은 높은 농도의 ampicilin 과 tetracyclin 에 대해서 내성을 나타내었고, P. putida TN1307 에 도입되었을 때 수세대 동안 안정되게 발현되었지만, Pseudomonas 이외의 숙주세포로서 E. coli 와 Achromobacter gr. D. V. 에 도입되었을 낮은 형질전환빈도와 불안정성을 나타내었다. pKU11 의 copy 수는 8 개로 조사되었고, pKU11 에 xylene 분해에 관련된 catechol 2, 3-dioxygenase 유전자를 클로닝 하였을 때 P. putida TN 1307 에서 잘 발현하였다. 따라서 pkU11 은 난 분해계 유전자를 클로닝하는에 Pseudomonas 에서 유용한 벡터로서 쓰일 수 있을 것으로 사료된다.
가축의 골격근은 동물성 단백질 식품으로서 중요한 역할을 하며, 가금육의 소비는 전세계적으로 꾸준히 증가하고 있다. 근육의 형성과 발달에는 근형성조절인자를 포함한 많은 유전자들이 관여하며, 발달 단계에 따라 유전자 발현의 정확한 조절이 필요하다. 본 연구에서는 근육에서 특이적으로 발현하는 유전자를 선발하고, 해당 유전자의 프로모터를 클로닝하고 기능을 분석하였다. 동물의 조직별 유전자 발현을 분석한 결과, 다수의 유전자들이 골격근 특이적인 발현양상을 보였는데, 특히 TNNT3와 TNNC2, MYF6 유전자들은 가금에서도 유사한 양상을 나타냈다. TNNT3, TNNC2, MYF6 유전자의 프로모터 부위를 중합효소연쇄반응을 통해 각각 1.2 kb, 1.03 kb, 1.43 kb씩 증폭하여, 녹색형광단백질 유전자를 포함한 벡터의 앞부분에 삽입하였다. 염기서열 분석 결과, 세 프로모터는 기존에 밝혀진 유전체 서열과 거의 일치함을 확인하였다. QM7 메추리 근육세포주에서 각각의 프로모터를 포함한 벡터를 도입한 결과, 세 프로모터 모두녹색형광단백질을 성공적으로 발현시켰다. 녹색 형광의 밝기는 대조군으로 사용한 CMV-IE 프로모터와 비교 시, 약 7배 정도 어두웠다. 클로닝한 프로모터들에는 230개 이상의 전사인자들이 결합할 수 있을 것으로 예측되었으며, 특히 MYF5나 MYOD, MYOG와 같은 근형성조절인자를 포함한 근육에서 발현하는 다양한 전사인자들이 결합할 수 있을 것으로 예측되었다. 이 프로모터들은 가금의 근육세포에서 유전자 발현을 유도하는 연구에 활용이 가능할 것이며, 추후연구를 통해 프로모터 부위별 발현 조절 기능 연구가 필요할 것으로 사료된다.
야생주 핵다각체병 바이러스의 낮은 병원성에 대해 살충제로서의 파밤나방 핵다각체병 바이러스(Spodoptera exigua nucleopolyhedrovirus: SeNPV)의 병원성 향상을 꾀함과 동시에 재조합 바이러스가 다각체 내에 매립됨으로써 살충제로의 적용시 야외에서의 안정성을 확보할 수 있는 p10 유전자의 프로모터를 이용한 새로운 발현벡터를 개발하기 위하여 국내분리주 SeNPV의 p10 유전자 구조를 분석하였다. 그 결과, SeNPV p10 유전자의 프로모터와 구조유전자 부위를 포함한 545염기서열을 결정하여 기존에 보고된 SeNPV p10 유전자(Zuidema et al., 1993)와 비교한 결과 구조유전자 부위에서는 100%의 상동성을 보였으나 5` 및 3` flanking region의 4개의 염기서열에서 차이를 보였다. Southern hybridization에 의하여 SeNPV전체 genomic DNA상에서 p10 유전자는 Sph I 2.4Kb와 Cla I 4.0Kb 단편내에 각각 존재함을 확인하였으며, p10 유전자를 포함하는 이들 단편을 각각 클로닝하여 제한효소 지도를 작성한다.
Cellobiohyolase (CBH) I 유전자의 확보는 CBH I 유전자 cellulase 생산 균주인 Trichoderma reesei를 배양, 수거하고 액체 질소를 이용하여 세포를 파쇄 후 RT-PCR kit를 이용하여 CBH I gene을 합성하였다. 그 후 발현벡터인 pYGAL에 cloning하였다. CBH I 유전자 앞부분에는 CBH I 단백질이 cell 외부로 분비할 수 있도록 하는 ppL이 포함되었다. CBH I 단백질 발현은 Protein gel 결과를 통하여 발현을 확인하였다. Cellulase 활성을 증대시키기 위한 분자진화 방법 개발은 error prone PCR과 DNA shuffling을 수행하였다. 얻은 CBH I 유전자를 발현 벡터에 삽입하고 효모에 transformation하여 이것을 다시 screening하였다. 1차 screening 후 confirm test하기 위해 DNS (Dinitrosalicylic Acid) 환원당 측정법을 이용하였으며, 이 결과 121-D8, 228-G2, 389-E3, 412-B4, 456-D2의 cellulase 변이체를 획득할 수 있으며, 456-D2의 경우 original CBH I과 비교하여 약 510%의 활성이 증가된 것을 확인할 수 있었다. 분자 진화 된 cellulase sequence 분석결과 CBH I wild type과 비교하였을 때 121-D8의 경우 변경된 9개의 염기 중 아미노산의 변화에 영향을 준 염기는 6개, 228-G2의 경우 변경된 7개의 바뀐 염기 중 아미노산의 변화에 영향을 준 염기는 4개, 389-E3의 경우 변경된 13개의 바뀐 염기 중 아미노산의 변화에 영향을 준 염기는 9개, 412-B4의 경우 변경된 9개의 바뀐 염기 중 아미노산의 변화에 영향을 준 염기는 6개, 456-D2의 경우 변경된 10개의 바뀐 염기 중 아미노산의 변화에 영향을 준 염기는 7개이었다. Cellulase 생산 공정 최적화는 5 L 발효기를 이용하여 고농도 배양을 실험한 결과 최종 O.D. 120까지 진행할 수 있었으며, 약 1.2 g/L의 cellulase를 얻을 수 있었다. Cellulase 생산 공정 scale-up 5 L 규모에서 확립된 최적 fed-batch 발효 공정을 300 L로 scale-up하여 실험하였다. 최종 O.D.는 약 280 정도이며 cellulase의 발현양은 약 3.2 g/L 수준임을 확인하였다. Cellulase 정제 공정 최적화 결과 80%의 수율과 95%의 순도를 확보하였다.
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[게시일 2004년 10월 1일]
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